tuberculosis, Brucella suis) мыши Н- и Г-линий реагируют аналогичным образом. Однако высокоотвечающие линии более резистентны, чем низкоотвечающие к таким инфекциям, как Klebsiella pneumoniae, Streptococcus pneumoniae, Тгурепозота crusi, Toxoplasma gongii. Основываясь на этих данных G.Biozzi (1984) выдвинул гипотезу об антигенозависимом и макрофагально зависимом иммунитете к инфекциям.
Чувствительность Н- и Г-линий мышей, оцениваемая по критерию ЛДьо, сопоставима с аналогичными показателями для инбредных линий Му’ и Lty’. Однако течение инфекции у мышей Биоцци не укладывается в исключительно Гу-генного контроля. Вследствие необычно высокого количества возбудителя в печени и селезенке Н-мышей, различия в обсемененности органов оппозитных линий на 2-3 порядка выше, чем при Шу-различиях. L- мыши в сравнении с мышами СВА обладали способностью подавлять инфекцию. Элиминация возбудителя из внутренних органов завершалась в течение 3-х недель.
Взаимодействие гена Lty и факторов иммунитета к мышиному тифу животных линий Биоцци изучена при их перекрестном скрещивании с мышами CBA и BALB/c (G.Biozzi et al., 1984). Гибриды Е! (CBA x L) и (BALB/c x Г.) обладали такой же резистентностью, как и Г-линии. Следовательно, фактор резистентности Г-линии наследуется и, более того, может модифицировать как генотип Lty’, так и Lty®. Гибриды же чувствительной линии были менее устойчивы, чем каждая из инбредных родительских линий. Однако полностью модифицировать генотип Гл4у' факторы чувствительности мышей Н-линий неспособны. Для мышей Е! (BALB/c x Н) установлена характерная для Н-линий неконтролируемая высокая обсемененность внутренних органов. Было высказано предположение, что Н- и Г-линии имеют дополнительные аллели гена Lty, условно названные х' и х°. Эти неидентифицированные аллели обладают способностью влиять на экспрессию гена Lty. В результате экспрессии дополнительного локуса резистентности (чувствительности) у мышей Биоцци отмечено максимальное варьирование такого важного иммуногенетического параметра, как способность хозяина контролировать генерализацию возбудителя в тканях. В зависимости от генотипа линии ор-
ганизм хозяина резко ограничивает не только рост, но и персистенцию возбудителя или создает особо благоприятные условия для его безудержного размножения.
Для картирования генов, контролирующих иммунный ответ, успешно используются рекомбинантные инбредные линии (РИлинии) мышей. Для получения таких линий вначале получают потомков первого поколения двух независимых исходных линий с интересующими признаками. После получения Е› поддерживают инбридинг на протяжении 20 поколений, получив сразу серию РИ-линий. Любой аллель в каждой такой линии находится в гомозиготном состоянии, но сочетание гомозиготных аллелей разных генов закрепляются случайно.
Первая серия таких линий была получена от скрещивания мышей исходных линий С57 BL/6J и BALB/c (О. Bailey, 1971). В дальнейшем были использованы другие комбинации, что позволило получить интересные результаты. В результате удалось выявить ряд генетических маркеров с иммунологическим проявлением как в комплексе Н-2, так и вне этого комплекса. К таким маркерам относятся гены Tht-1, Lgt, Lyb, Ea, Mph-1 и другие.
Обширные исследования проведены по генетической обусловленности клеточного иммунитета у лабораторных животных. Однако в данной работе эти исследования не обсуждаются, т.к. мы не изучали клеточный иммунитет у устойчивых или восприимчивых групп крупного рогатого скота при разных инфекциях. Нет подобных материалов и у других авторов.
Связь спицифического иммунного ответа с генетическими полиморфными системами
В период 1987-1993 гг. нами была проведена серия опытов по генетической обусловленности иммунного ответа на введение крупному рогатому скоту противобруцеллезной вакцины из штамма 19. Под опыт брали телок 4-6-месячного возраста и проводили наблюдения за ними в течение 1-1,5 лет после вакцинации.
Первый опыт был проведен на 146 телках черно-пестрой породы. В основном это были животныес той или иной кровностью
по голштинской породе. До опыта этим животным никаких вакцин не вводили. Противобруцеллезная вакцинация была первой в их жизни вакцинацией. По прошествии года после вакцинации всех телок ревакцинировали той же вакциной и контролировали их иммунный ответ еще 6 месяцев.
Второй опыт был проведен на 82 телках того же возраста. В 4-6 месячном возрасте им ввели вакцину из штамма 19, но в отличии от первой группы эти животные ранее были обработаны разными вакцинами согласно существующего ветеринарного законодательства (до постановки на опыт их вакцинировали 4 раза от других болезней). За подопытными животными проводили наблюдение в течение года.
Третий опыт, в отличии от предыдущих, проводился на фоне обработки животных иммуномодуляторами — Т-активиноми тимогеном. Всем подопытным телкам в первые 10 дней их жизни вводили Т-активин (ветеринарный препарат) или тимоген (получен медицинской промышленностью) согласно инструкций, а в 4- месячном возрасте вводили вакцину штамма 19. Этот опыт был проведен в 1990 ги повторен в 1991 г. Всего в эти годы под опытом было 181 животное.
В каждом опыте напряженность иммунитета определяли в день иммунизации и после иммунизации через 15, 45, 90 дней, би 12 месяцев. Во всех случаях опыты ставились таким образом, чтобы вакцинация животных проводилась в апреле-мае и под опыт ставились телки, родившиеся в ноябре-декабре.
Степень специфического иммунного ответа устанавливали по наличию специфических антител в сыворотке крови с помощью реакции агглютинации (РА) в пробирках (с переводом показателей титра антител в межпородные единицы), реакции связывания комплемента (РСК), реакции длительного связывания комплемента на холоде (РДСК) пластинчатой реакции агглютинации с розбентал антигеном (РБП). Уровень специфических иммуноглобулинов IgM и IgG определяли с помощью реакции агглютинации с применением меркаптоэтанола. Методика реакции основана на добавлении в сыворотку 0,1N 2-меркаптоэтанола с последующим определением реакции агглютинации в пробирках.
