Китае, была выше чем, среди изолятов P. multocida, выделенных от свиней в других странах, и 93 % изолятов показали многократную устойчивость к антибиотикам. Профили резистентности указывают, что цефалоспорины, флорфеникол, и флуороквинолон (fluoroquinolones) были лекарствами наиболее активными против Pasteurella multocida. Использование ПЦР показало, что факторы вирулентности (ptfA, fimA, и hsf-2), факторы усвоения железа и наружные мембранные белки распространены в большинстве свиных штаммов. Факторы вирулентности - pfhA, tadD, toxA, и pmHAS, каждый, были представлены в около 50 % штаммах. Различные факторы вирулентности показали отдельные ассоциации с серогруппами: сконцентрированные в серогруппе A, сконцентрированные в серогруппе D, или находящиеся совместно в серогруппах A и D [205]. Townsend KM, Frost AJ, Lee CW, Papadimitriou JM, Dawkins HJ. путем геномной гибридизации близкородственных изолятов Pasteurella multocida, получили клоны, полезные для идентификации штаммов типа B от других серотипов P. multocida, вызывающих геморрагический сепсис. Олигонуклеотидные праймеры, разработанные на последовательность этих клонов оказались ценными в разработке ПЦР анализа для быстрой видо- и типоспецифичной идентификации Pasteurella multocida, и типа B:2, в частности. Это исследование показало, что пара праймеров сконструированная на последовательности клона 6b (KTT72, и KTSP61) амплифицировала специфичный фрагмент ДНК серотипов B:2, B:5, и B:2,5 P. multocida и что праймеры, KMT1T7 и KMT1SP6 амплифицировали, уникальный для всех проанализированных изолятов Pasteurella multocida продукт. По мнению ученых, ПЦР амплификация, выполненная непосредственно на бактериальных колониях или культурах представляет чрезвычайно быстрый, чувствительный метод идентификации P. multocida [206].
Индийские ученые разработали метод ПЦР анализа, основанный на последовательности гена hyaC-hyaD, для идентификации штаммов Pasteurella multocida серогруппы A. Сконструированные серогруппоспецифичные праймеры амплифицировали продукт размером 564 пн геномной ДНК, выделенной из бактериальных клеток или непосредственно бактериальных колоний. У этого метода, обнаруживающего 10 нанограммов бактериальной ДНК была 100 % специфичность для P. multocida серогруппы A. Метод nested ПЦР привел к единственным 374 bp продуктам. Все пятьдесят изолятов, как показал также анализ рестрикции полиморфизма длин фрагментов ( ПДРФ -RFLP) с BglII., были идентичны продуктам ПЦР [207].
Они изучили применимость обычных и молекулярных методов для быстрого выявления и дифференцирования Pasteurella multocida серогруппы B изолированных от индийских буйволов при вспышке
геморрагической септицемии в Индии. Было получено пять изолятов, которые были подвергнуты фенотипической и генотипической характеристике. Ни один из этих пяти изолятов, не мог быть дифференцирован на основе культуральных, биохимических методов, патогенности и антибактериальной чувствительности. Методы на основе ПЦР были специфичными и чувствительными для быстрого выявления и дифференцирования изолятов. Методами REP - ПЦР, ERICПЦР, ПЦР с одним праймером дифференцировали различные профили всех пяти изолятов. У всех изолятов, генетический профиль отличался от стандартного штамма P. multocida - P52. Однако, три изолята, имели идентичные профили, тогда как, у каждого из оставшихся двух был различный профиль. Исследование указывает на причастность многих штаммов P. multocida к одной вспышке геморрагической септицемии буйволов. Результаты также показывают, что молекулярные методы выявления и типирования P. multocida превосходят обычные методы для быстрых эпизоотологических исследований геморрагической септицемии [208].
Также применимость молекулярных методов изучена для обнаружения и дифференцирования штаммов Pasteurella multocida, вовлеченных в две отдельных вспышки пастереллеза домашней птицы на одной птицеферме. В общей сложности 12 и 18 штаммов P. multocida выделенные из двух отдельных вспышек были подвергнуты фенотипической и генотипической характеристике. Фенотипически, все штаммы были подобны; однако методы ПЦР анализа были очень специфичными и чувствительными для быстрого выявления и дифференцирования штаммов. Все 30 штаммов дали ампликоны приблизительно 460 п.о и 1 044п.о, специфичные для P. multocida и капсульных серогрупп в мультиплексной капсульной ПЦР типирующей системе. Молекулярные методы типирования, такие как REP -ПЦР , ERIC- ПЦР и ПЦР с одним праймером дифференцировали все 30 штаммов в различные профили. Однако, по результатам анализа эндонуклеазной рестрикции, с использованием фермента HpaII, сходные образцы фрагментов генома наблюдались среди всех штаммов. Исследование показало причастность тех же самых многочисленных штаммов P. multocida к двум вспышкам [209].
Pasteurella multocida состоит из трех подвидов, которые часто дифференцируются ферментированием сорбита и дульцита. Hunt Gerardo S, Citron DM, Claros MC, Fernandez HT, Goldstein EJ. изучили 35 дульцитол-отрицательных изолятов P. multocida, выделенных из инфицированных укушенных ран собак и кошек, 16 из которых привели к слабым или противоречивым реакциям сбраживания сорбитола, таким образом мешая различать два дульцитол - отрицательных подвида P. multocidа: P. multocida subsp. multocida и P. multocida subsp. septica. Все
изоляты, и два контрольных штамма далее были проанализированы, используя ПЦР метод геномных «отпечатков пальцев» с одним праймером (ядро M13) и по альфаглюколидазной активности (альфаGlu). По результатам данных исследований ПЦР метод геномных «отпечатков пальцев» и оценка альфа-Glu деятельности являются надежными методами дифференциации P. multocida subsp. multocida от P. multocida subsp. septica, особенно в штаммах, которые слабо или несоответственно ферментируют сорбитол [210].
Капсула штаммов ATCC 11039 серотипа А Pasteurella multocida состоит из гиалуроновой кислоты и является важным фактором вирулентности. Повторное субкультивирование определенных штаммов капсульных серотипов приводит к диссоциации от капсульных до акапсульных фенотипов с сопутствующей потерей вирулентности. Хотя акапсульные варианты, как полагали, возникли в результате мутации, молекулярные механизмы, лежащие в основе этого процесса, неизвестны. Watt JM, Swiatlo E, Wade MM, Champlin FR. продемонстрировали, что восстановление капсульного фенотипа происходит в естественных условиях в результате внутрибрюшинного заражения мышей BALB/c акапсульным вариантом. Кроме того, анализ ОТ-ПЦР показал капсульный локус, находящийся под транскрипционным контролем. Клонирование и секвенирование 290-п.о. фрагмента в пределах промотора, содержащего интергенный регион капсульного локуса 11039/iso, показали, что после субкультивирования не произошло никаких существенных изменений. Эти результаты демонстрируют, что штамм ATCC 11039 серотипа А P. multocida, регулирует капсульную экспрессию в ответ на неопознанный фактор среды, таким образом обеспечивая способность проникновения в суть молекулярных механизмов, лежащих в основе диссоциации колоний [211]. Shivachandra SB, Kumar AA, Chaudhuri P. использовали REPПЦР, ERIC - ПЦР, и ПЦР с одним праймером для молекулярной характеристики 66 птичьих штаммов Pasteurella multocida серогруппы A:1, изолированных от разных видов птиц, из различных областей Индии. REPПЦР привела к амплификации повторных последовательностей генома, в диапазоне примерно от 200 до 3000 п.о., которые составляли в общей сложности 54 различных профиля (D=0.99). Анализ ERIC-ПЦР также произвел амплифицированные продукты в диапазоне приблизительно от 200 до 3200 п.о., категоризирующие штаммы в общей сложности 50 различных профилей (D=0.98). Амплификация повторных областей, используя микросателлитные праймеры (GTG), привела к четко дифференцированным группам в пределах приблизительно от 200 до 2400 п.о. Штаммы были разделены на 43 профиля (D=0.96). Генотипные
