ниже. Однако в присутствии совместно с ингибитором протеинкиназы. А его стимулирующая активность значительно возрастает. Не менее важную роль гормон роста оказывает и на цитоплазматическое созревание клеток [135].
К настоящему времени собрано значительное число данных об участии пролактина (ПРЛ) в регуляции фолликуло- и оогенеза, в которых показано положительное его влияние на ядерное созревание ооцитов, окруженных клетками кумулюса [119]. В исследованиях Torner H. et al. [261] пролактин в дозе 50 мг/мл положительно повлиял не только на выход ооцитов на стадии метафазы II, но и повысил уровень дробления, а также выход полноценных эмбрионов на 7-й день культивирования. В концентрации 25 мг/мл ПРЛ снижал на 11,6% долю ооцитов с дегенерированными хромосомами и увеличивал процент созревания яйцеклетки на 15,2% [190].
Выше отмечалось, что эффективность созревания и оплодотворения ооцитов вне организма зависит от функционального состояния яичников. Причина этого кроется в том, что гормональный состав фолликулярной жидкости зависит от стадии развития фолликула [189, 233]. В исследованиях Лебедевой И.Ю. и др. [48] проведено сравнение уровней пролактина (ПРЛ) и соматотропина (СТГ), участвовавших в регуляции фолликулогенеза у млекопитающих, в жидкости антральных фолликулов различного диаметра из яичников на стадиях фолликулярного роста и развитого желтого тела. Обнаружено возрастание концентрации ПРЛ в фолликулярной жидкости с увеличением диаметра фолликулов в яичниках на стадии фолликулярного роста. В яичниках с желтым телом такой зависимости не установлено. То же самое можно сказать и о концентрации соматотропного гормона, уровень которого был значительно выше в жидкости фолликулов диаметром 6-10 мм по сравнению с фолликулами диаметром 3-5 мм.
Углубленные исследования реакции клеток на гормональные воздействия позволили выявить сложную систему местных специфических факторов, осуществляющих контроль роста и дифференциации различных видов клеток путем
изменения их протеолитической активности. Среди факторов межклеточного взаимодействия важную роль играют ростовые факторы или факторы роста (ФР) – биологически активные соединения, стимулирующие или ингибирующие деление и дифференцировку различных клеток и являющиеся основными переносчиками митогенного сигнала клетки [46, 105]. В отличие от гормонов ФР, как правило, продуцируются неспецифическими клетками, находящимися во многих тканях. Наиболее изученными факторами роста являются инсулиноподобный фактор роста (ИФР), эпидермальный фактор роста (ЭФР), фибринальный фактор роста (ФФР) и некоторые другие.
Как отмечает Kato H. et.al. [186] эпидермальный фактор роста, присутствующий в жидкости яйцеводов, стимулирует экспансию кумулюса, а также дробление зародышей после оплодотворения, но не оказывает практически никакого влияния на выход биологически полноценных эмбрионов, что подтверждается и другими исследователями [100, 159, 233]. Как отмечает Lorenzo P. [207] присутствие в среде фетальной или эстральной сыворотки это процесс только усиливает. Однако следует отметить, что системы культивирования, используемые в разных лабораториях, могут сильно отличаться как по типам и дозам гормонального и энергетического субстрата так и по типам основных питательных сред, объему культуральной среды и плотности ооцитов на единицу объема [158, 156, 170], а также использованию различных монослойных культур и клеток.
Технология получения эмбрионов вне организма, основанная на использовании яичников, полученных с мясокомбината, имеет один существенный недостаток – ооциты мы можем получить только один раз и только после убоя животного, что значительно снижает перспективу участия этого метода в селекционных программах. В связи с чем в последние годы особое внимание уделяется исследованиям, направленным на получения ооцитов посредством прижизненной трансвагинальной пункции фолликулов с использованием ультразонда. Данный метод позволяет собирать ооциты у
животных с известным генетическим потенциалом на любой стадии полового цикла без стимуляции множественного роста фолликулов с достаточно высокой повторяемостью сеансов аспирации без какого – либо ущерба здоровью животного. Однако в настоящий момент эффективность метода значительно варьирует и зависит от многих факторов [136,141].
Для успешного проведения работ по получению эмбрионов вне организма необходимо соблюсти два непременных условия: ооциты должны достичь стадии оплодотворения, а сперматозоиды пройти процесс капацитации. В естественных условиях сперматозоиды проходят подготовку к оплодотворению в половых путях самки. Вне организма капацитацию сперматозоидов проводят искусственно в питательных синтетических средах. Природа капацитации до конца не ясна [264], а время, требуемое для нее у разных видов животных не одинаково. Капацитация включает в себя удаление семенной плазмы с поверхности спермы, которая может маскировать рецептор, необходимый для взаимодействия «спермий - яйцеклетка». Маточная фаза капацитации изменяет плазменную и внешнюю акросомальную мембраны. Через деструктуированную мембрану вымываются протеолетические ферменты, необходимые для пенетрации сперматозоидом зоны пеллюцида.
Капацитация и последующая акросомная реакция необходимы для успешного оплодотворения ооцитов. После выдержки спермы в гипертонической среде происходит изменение характера движения спермиев, которое отражает нарастающую метаболическую активность, имеющую отношение к кислородному обмену в сперме при капацитации in vitro [128, 154, 166, 292].
По мнению многих авторов капацитацию сперматозоидов рекомендуется проводить при температуре +390С. Считается, что только при такой температуре индуцируется акросомная реакция. Однако опыты Uchockiene D. et. аl. [264] показали, что оплодотворение ооцитов спермой, инкубированной при +380С и +38,50С по сравнению с капацитацией при 390С повышало их
