Воспроизводство крупного рогатого скота

1. Zimbelman R, Lauderdale J, Sokolowski J, Schalk T. Оценка безопасности и фармакологических свойств ацетата меленгестрола у крупного рогатого скота и других животных: обзор. J Am Vet Med Assoc 1970;157:1528–1536.

2. Siros J, Fortune J. Удлинение полового цикла у крупного рогатого скота низкими дозами экзогенного прогестерона: модель для изучения доминирования фолликулов в яичнике. Endocrinology 1990;127:916–925.

3. Stock A, Fortune J. Доминирование фолликулов в яичнике у крупного рогатого скота: связь между продолжительным ростом овуляторного фолликула и эндокринными показателями. Endocrinology 1993;132:1108–1114.

4. Savio J, Thatcher W, Badinga L, de la Sota R, Wolfenson D. Регуляция смены доминантных фолликулов в течение полового цикла у коров. J Reprod Fertil 1993;97:197–203.

5. Savio J, Thatcher W, Morris G, Entwistle G, Drost M, Mattiacci M. Влияние низкой концентрации прогестерона в плазме при использовании интравагинального устройства, высвобождающего прогестерон, на смену фолликулов у крупного рогатого скота. J Reprod Fertil 1993;98:77–84.

6. Wehrman M, Roberson M, Cupp A и др. . Повышение уровня экзогенного прогестерона при синхронизации половой охоты снижает уровень эндогенного 17β-эстрадиола и повышает вероятность зачатия у коров. Biol Reprod 1993;49:214–220.

7. Sanchez T, Wehrman M, Bergfeld E и др. . Частота наступления беременности у коров и телок выше, если во время лечения прогестином для синхронизации сроков половой охоты присутствует желтое тело. Biol Reprod 1993;49:1102–1107.

8. FDA CVM. Сведения в открытом доступе. NADA 141–200.

9. Kurzroc R, Lieb C. Биохимические исследования спермы человека. II. Действие спермы на матку человека. Proc Soc Exp Biol Med 1930;28:268–272.

10. Goldblatt M. Вещество в семенной жидкости, снижающее артериальное давление. J Soc Chem Ind 1933;52:1056–1057.

11. von Euler U. Вещество в пузырьковой железе, снижающее артериальное давление. J Physiol 1935;84:21P.

12. Duncan G, Ericsson R, Zimbelman R. Механизмы регуляции функции яичников: материалы Второго семинара в Брук-Лодж по проблемам биологии размножения. J Reprod Fertil Suppl 1966;1:1–136.

13. Lauderdale J. Влияние PGF2α на беременность и половые циклы крупного рогатого скота. J Anim Sci 1972;35:246 (аннотация).

14. Liehr R, Marion G, Olson H. Влияние простагландина на половые циклы крупного рогатого скота. J Anim Sci 1972;35:247 (аннотация).

15. Rowson L, Tervit R, Brand A. Применение простагландина для синхронизации половой охоты у крупного рогатого скота. J Reprod Fertil 1972;29:145 (аннотация).

16. Louis T, Hafs H, Seguin B. Прогестерон, LH, половая охота и овуляция после введения простагландина F2α. Proc Soc Exp Biol Med 1973;143:152–155.

17. Inskeep E. Возможности применения простагландинов для управления репродуктивными циклами домашних животных. J Anim Sci 1973;36:1149–1157.

18. Lauderdale J, Seguin B, Stellflug J и др. . Фертильность крупного рогатого скота после инъекции PGF2α. J Anim Sci 1974;38:964–967.

19. Peters J, Welch J, Lauderdale J, Inskeep E. Синхронизация половой охоты у мясного крупного рогатого скота с помощью PGF2α и бензоата эстрадиола. J Anim Sci 1977;45:230–235.

20. Lauderdale J, Moody E, Kasson C. Влияние дозы PGF2α на возобновление течки и наступление беременности у крупного рогатого скота. J Anim Sci 1977;45(приложение 1):181 (аннотация).

21. Lauderdale J, McAllister J, Kratzer D, Moody E. Применение простагландина F2α (PGF2α) в воспроизводстве крупного рогатого скота. Acta Vet Scand Suppl 1981;77:181–191.

22. Управление по контролю качества пищевых продуктов и лекарственных средств. Лютализ^® стерильный раствор. 1979, 1981 FDA CVM, сведения в открытом доступе. NADA 108–901.

23. Kittock R, Brittand J, Convey E. Влияние GnRH на уровень LH и прогестерона у коров с кистами яичников. J Anim Sci 1972;35:1120 (аннотация).

24. Mauer R, Rippel R. Реакция крупного рогатого скота на синтетический гонадотропин-рилизинг-гормон. J Anim Sci 1972;35:249 (аннотация).

25. Zolman J, Convey E, Britt J, Hafs H. Высвобождение бычьего лютеинизирующего гормона под действием очищенного свиного и синтетического гонадотропин-рилизинг-гормона. Proc Soc Exp Biol Med 1973;142:189–193.

26. Kaltenbach C, Dunn T, Kiser T, Corah L, Akbar A, Niswender G. Высвобождение FSH и LH у тёлок мясных пород под действием синтетического гонадотропин-рилизинг-гормона. J Anim Sci 1974;38:357–362.

27. Thatcher W, Macmillan K, Hansen P, Drost M. Представления о регуляции функции жёлтого тела эмбрионом и фолликулами яичников для повышения плодовитости. Theriogenology 1989;31:149–164.

28. Twagiramungu H, Guilbault L, Prouix J, Dufour J. Влияние Syncro-Mate-B и простагландина F2α на синхронизацию течки и плодовитость мясного крупного рогатого скота. Can J Anim Sci 1992;72:31–39.

29. Twagiramungu H, Guilbault L, Prouix J, Dufour J. Синхронизация течки и плодовитость мясного крупного рогатого скота при двух инъекциях бусерелина и простагландина. Theriogenology 1992;38:1131–1144.

30. Twagiramungu H, Guilbault L, Prouix J, Villeneuve P, Dufour J. Влияние агониста гонадотропин-рилизинг-гормона (бусерелина) на синхронизацию течки и плодовитость коров мясных пород. J Anim Sci 1992;70:1904–1910.

31. Schmitt E, Diaz T, Drost M, Thatcher W. Применение агониста GnRH в протоколе осеменения в установленное время у крупного рогатого скота. J Anim Sci 1994;72(приложение 1):292 (аннотация).

32. Управление по контролю качества пищевых продуктов и лекарственных средств. Цисторелин^® . FDA CVM, сведения в открытом доступе, 1986. NADA 098–379.

33. Pierson R, Ginther O. Ультразвуковое исследование яичников крупного рогатого скота. Theriogenology 1984;21:495–504.

34. Savio J, Keenan L, Boland M, Roche J. Характер роста доминантных фолликулов в течение полового цикла у тёлок. J Reprod Fertil 1988;83:663–671.

35. Sirois J, Fortune J. Динамика фолликулов яичников в течение полового цикла у тёлок по данным ультразвукового исследования в реальном времени. Biol Reprod 1988;39:308–317.

36. Ginther O, Knopf L, Kastelic J. Временные взаимосвязи между процессами в яичниках крупного рогатого скота в течение половых циклов с двумя и тремя волнами роста фолликулов. J Reprod Fertil 1989;87:223–230.

37. Roche J. Доля отелившихся коров после осеменения по окончании 12-дневного применения силиконовых спиралей, пропитанных прогестероном. J Anim Sci 1976;43:164–169.

38. Smith R, Pomerantz A, Beal W, McCann J, Pilbeam T, Hansel W. Осеменение тёлок голштинской породы в заранее установленное время после синхронизации полового цикла с применением прогестерона и простагландина. J Anim Sci 1984;58:792–800.

39. Moody E, McAllister J, Lauderdale J. Влияние PGF2α и MGA на регуляцию полового цикла у крупного рогатого скота. J Anim Sci 1978;47(приложение 1):36 (аннотация).

40. Lucy M, Billings H, Butler W и др. . Эффективность интравагинального устройства с прогестероном и инъекции PGF2α для синхронизации течки и сокращения времени до наступления беременности у коров мясных пород после отёла, тёлок мясных пород в период полового созревания и тёлок молочных пород. J Anim Sci 2001;79:982–995.

41. Управление по контролю качества пищевых продуктов и лекарственных средств. Eazi-Breed™ CIDR^® (CIDR) 1997. 73. Mikeska J, Williams G. Время наступления предовуляторных эндокринных изменений, течки и овуляции у самок помеси брахманской и герефордской пород при синхронизации с помощью норгестомета и валерата эстрадиола. J Anim Sci 1988;66:939–946.

42. Lemaster J, Yelich J, Kempfer J и др. . Эффективность применения GnRH в сочетании с простагландином F2α для синхронизации течки у крупного рогатого скота пород Bos indicus. J Anim Sci 2001;79:309–316.

43. Williams G, Sanko R, Allen C и др. . Данные о том, что регрессия жёлтого тела в начале 5-дневного протокола синхронизации Co-Synch + CIDR значительно повышает частоту наступления беременности при искусственном осеменении в установленное время у Bos indicus — крупный рогатый скот с примесью крови этого вида. J Anim Sci 2011;89:251.

44. Kesler J. Разработка протоколов синхронизации эструса у мясного крупного рогатого скота. В кн.: Материалы конференции «Прикладные репродуктивные стратегии в мясном скотоводстве» , Биллингс , Монтана, 2007, с. 47–61.

45. Lamb G, Larson J, Dahlen C. Протоколы синхронизации эструса у коров. В кн.: Материалы конференции «Прикладные репродуктивные стратегии в мясном скотоводстве» , Биллингс , Монтана, 2007, с. 99–114.

46. Patterson D, Busch D, Leitman N, Wilson D, Mallory D, Smith M. Протоколы синхронизации эструса у тёлок. В кн.: Материалы конференции «Прикладные репродуктивные стратегии в мясном скотоводстве» , Биллингс , Монтана, 2007, с. 63–97.

47. Johnson S. Протоколы синхронизации эструса и овуляции. В кн.: Материалы конференции «Прикладные репродуктивные стратегии в мясном скотоводстве» , Биллингс , Монтана, 2007, с. 115–126.

Глава 71

Криоконсервация семени

Swanand Sathe¹ и Clifford F. Shipley²

1Ветеринарный медицинский центр Ллойда, Колледж ветеринарной медицины Университета штата Айова, Эймс, Айова, США

2Программа по уходу за сельскохозяйственными животными и их использованию, Колледж ветеринарной медицины Иллинойсского университета, Урбана, Иллинойс, США

Введение

Искусственное осеменение (ИО) и криоконсервация сперматозоидов - это, вероятно, два великих достижения, которые произвели революцию в селекционной индустрии. Молочная промышленность, в частности, извлекла выгоду из обширного использования ИО, что позволило ускорить генетический отбор и улучшение стад. По оценкам, более 60% молочного скота в Соединенных Штатах разводится с помощью программ искусственного осеменения по сравнению с всего лишь 10% мясного скота. История криоконсервации спермы насчитывает полвека с открытия защитных агентов в яичном желтке для охлаждения и глицерина для замораживания спермы птиц и быков¹ , а также с момента рождения первого теленка от искусственного осеменения с использованием замороженных/ размороженных сперматозоидов.² Bratton и др.³ в своих полевых испытаниях продемонстрировали, что сперма крупного рогатого скота, замороженная до -79 °C и упакованная в сухой лед, может по-прежнему иметь высокую фертильность. С тех пор было исследовано несколько составов сред, называемых «разбавители», на основании их способности улучшать выживаемость и подвижность криоконсервированных сперматозоидов после оттаивания. Точно так же было исследовано несколько криозащитных соединений на предмет их защитной роли во время криоконсервации спермы. Нет никаких сомнений в том, что эта технология оказала огромное влияние на животноводство. Это во многом стало возможным благодаря замечательному успеху, достигнутому со спермой быков по сравнению со спермой других видов. В основном это связано с более высокой толерантностью спермы крупного рогатого скота к криопротекторам, таким как глицерин, по сравнению с другими видами, а также относительно небольшим количеством сперматозоидов, необходимых для зачатия.

Принципы криоконсервации

Механизмы повреждения клеток при криоконсервации

Методы криоконсервации спермы применялись на практике в течение последних 50 лет и обеспечивая длительное хранение спермы и, следовательно, ее практически неограниченную доступность.

Это способствует крупномасштабному запасу и распространению очень ценного генетического материала. Криоконсервация спермы подразумевает замораживание сперматозоидов до –196 °C - точки кипения жидкого азота - обычно используемой среды для замораживания и хранения. Это увеличивает жизнеспособность отдельных клеток за счет замедления скорости их метаболизма, и, соответственно снижения скорости использования субстратов и выработки токсинов. Сперма также может храниться после охлаждения до 5–8 °C и способна выживать в течение 24–48 часов без значительного снижения подвижности и даже до 96 часов без значительного снижения фертильности. Хотя этот способ может обеспечить эффективное и успешное кратковременное хранение, он оказывает негативное воздействие на сперматозоиды, проявляющееся в снижении уровня жизнеспособности, структурной целостности, подвижности и оплодотворяющей способности.^5,6 Криоконсервация, с другой стороны, предлагает возможность неограниченного хранения спермы в жидком азоте с приемлемым уровнем фертильности после размораживания. Криоконсервация может нанести ущерб функции сперматозоидов и фертильности даже при использовании последних достижений в технологии. Однако, повреждает не длительное хранение клеток при этих температурах, а скорее переход до этих температур и обратно к нормотермии, что приводит к криотравмам.⁷ Таким образом, изменения, происходящие во время замораживания, в основном являются ультраструктурными, биохимическими и функциональными. Это может ухудшить транспорт и выживаемость сперматозоидов в женских репродуктивных путях и снизить фертильность у домашних видов.⁸

Влияние криоконсервации на функцию и жизнеспособность спермы крупного рогатого скота хорошо изучено. Сперматозоиды обладают очень ограниченной собственной биосинтетической активностью и в основном зависят от катаболических процессов.⁹ Таким образом, чтобы остановить эти метаболические процессы, клетки необходимо охладить до температуры ниже –130 °C. Сперма, как и другие клетки организма, состоит из различных органелл, содержащих воду, которые могут образовывать внутриклеточные и внеклеточные кристаллы льда в процессе замораживания. При температуре около –5 °C внутриклеточная и внеклеточная вода остается незамерзшей в переохлажденном метастабильном состоянии. Однако, при температуре от –5 до –10 ° C во внеклеточной среде образуется лед, а внутриклеточная вода остается переохлажденной.

В этот момент скорость охлаждения должна быть достаточно низкой, чтобы позволить происходить клеточной дегидратации, избегая замораживания внутриклеточной воды, но достаточно быстрой, чтобы не подвергать клетку гиперосмотическому состоянию после обезвоживания. Сильное обезвоживание приводит к повреждениям, вызванным действием раствора, в результате денатурации макромолекул и чрезмерным сжатием клетки вплоть до необратимого коллапса мембраны.¹⁰ Еще один повреждающий эффект - это механическое давление формирующегося вокруг клетки льда, который будет сдерживаться очень ограниченным пространством незамерзших растворенных веществ.¹⁰ Зависимость жизнеспособности клеток от скорости замораживания, представляет собой перевернутую U-образную кривую. Основные причины повреждения клеток во многом зависят от скорости охлаждения, используемой во время процесса замораживания. Наиболее подходящей скоростью замораживания является самая быстрая, позволяющая замораживать внеклеточную воду без образования внутриклеточного льда. Быстрое охлаждение между 30 °C и 0 °C приводит к повреждению клеток некоторых сперматозоидов, так называемому «холодовому шоку», с пагубным воздействием на цитоскелет и связанные с геномом структуры и вызывающим разрыв цитоплазмы.¹¹ Холодовой шок также изменяет проницаемость различных мембранных структур на плазматической мембране, митохондриях и акросомах. Во время криоконсервации во внеклеточной среде образуются кристаллы льда, увеличивающие осмоляльность (концентрацию растворенных веществ) незамерзшей воды. Из-за этой разницы в осмотическом градиенте внутриклеточная вода диффундирует из сперматозоидов, обезвоживая клетку и плазматическую мембрану. При оттаивании это явление повторяется в обратном порядке: кристаллы внеклеточного льда тают, и вода начинает диффундировать внутрь клетки и регидратировать ее. Из-за таких резких изменений объема и осмотического напряжения может произойти необратимое повреждение и ультраструктурная деформация плазматической мембраны. Мембраны сперматозоидов состоят из множества фосфолипидов (в зависимости от вида), причем каждый фосфолипид имеет определенную температуру фазового перехода. Степень структурного повреждения этих мембран зависит от температуры и липидного состава мембраны.¹² Характеристики мембран, которые влияют на их чувствительность, включают соотношение холестерин/фосфолипид, содержание недислойных липидов, степень насыщения углеводородной цепи и соотношение белок/фосфолипид.¹ Некоторые липиды агрегируют в доменах гелеобразного (замороженного) липида, что исключает другие типы липидов, которые остаются в жидкокристаллическом (расплавленном) состоянии.^1,13 В конечном итоге это приводит к разделению фаз, при котором мембранные белки могут необратимо объединяться в кластеры, что приводит к утрате функции.¹⁴ Определенные температуры фазового перехода для различных фосфолипидов в мембране приводят к латеральной миграции с перегруппировкой компонентов мембраны и фазовым разделением липидов в плоскости мембраны. Латеральная миграция может создавать микродомены липидов, не образующих двухслойные слои, и может изменять среду, окружающую белок. При оттаивании эти изменения предрасполагают соприкасающиеся мембраны к слиянию и влияют на активность белка, что приводит к общему изменению проницаемости мембраны для воды и растворенных веществ.¹ Эта потеря проницаемости мембраны также мешает ионным насосам и приводит к притоку Са2+ в сперматозоиды (что угнетает их жизнедеятельность) , а также к потере активности мембранной АТФазы. Повреждение регуляторных систем Ca2+ в результате замораживания и оттаивания может предрасполагать сперматозоиды к неправильному времени капацитации и акросомной реакции, что способствует снижению оплодотворяющей способности криоконсервированной спермы быков.¹⁵

Роль разбавителей, используемых для криоконсервации

Наполнители или разбавители обычно добавляют для защиты спермы во время хранения в жидком или криоконсервированном виде. Независимо от вида, разбавители спермы призваны: 1) обеспечивать питательными веществами в качестве источника энергии; 2) содержать буфер против вредных изменений pH; 3) обеспечить соответствующее физиологическое осмотическое давление и концентрацию электролитов; 4) предотвратить рост бактерий; 5) защищать от холодового шока во время охлаждения; и 6) содержать криопротектор(ы) для уменьшения повреждений при замерзании.¹⁶

За последние 65 лет состав криозащитных сред для хранения спермы постоянно пересматривался, но основные ингредиенты остаются неизменными, при этом яичный желток и/или молоко и глицерин представляют собой незаменимые компоненты практически всех сред, используемых для сохранения спермы быков в жидкой или замороженном состоянии. Разбавители, используемые для разбавления спермы быков, обычно представляют собой яичный желток и/или буферы на основе обезжиренного цитрата/триса с добавлением простых сахаров и антибиотиков, с криопротекторами или без них, в зависимости от того, являются ли они одноступенчатыми или двухступенчатыми разбавителями. Эти компоненты обеспечивают приемлемую буферную емкость, осмоляльность и энергию в виде метаболизируемых субстратов, минимизируют рост бактерий, а также защищают сперматозоиды при понижении температуры.

Как упоминалось ранее, сперма может пострадать от холодового шока в результате внезапного снижения температуры, что вызывает структурные и биохимические повреждения. Этого можно избежать, медленно охлаждая сперму в присутствии защитных агентов (криопротекторов) . Phillips¹⁷ впервые сообщил о необходимости добавления яичного желтка в сперму крупного рогатого скота для обеспечения такой защиты. Последующие исследования показали, что яичный желток не только увеличивает оплодотворяющую способность сперматозоидов при температуре окружающей среды, но также предотвращает повреждение сперматозоидов во время охлаждения и замораживания.^18–21 С годами концентрация яичного желтка, добавляемого в разбавители, была снижена с 1:1 (объем/объем) до 20– 25% от объема, поскольку было показано, что это улучшает выживаемость сперматозоидов.^22,23 Было показано, что липопротеины низкой плотности (ЛПНП) в желтке играют важную роль в защите сперматозоидов, при этом в некоторых исследованиях сообщается, что ЛПНП сам по себе лучше для сохранения подвижности сперматозоидов после замораживания, чем цельный яичный желток.^24,25 Помимо яичного желтка, обезжиренное молоко также оказалось очень эффективным для защиты спермы во время хранения при 4 °C или криоконсервации,^26–28 и оно имеет тот же состав, что и цельное молоко, но содержит менее 0,1% липидов (в основном триглицериды). Защитным компонентом обезжиренного молока является не липидная фракция, а белковые компоненты, известные как мицеллы казеина. Существуют различные гипотезы о том, каким образом ЛПНП обеспечивают защиту. Было высказано предположение, что фосфолипидная фракция ЛПНП защищает сперматозоиды, образуя защитную пленку на их поверхности²⁹ или заменяя фосфолипиды мембран сперматозоидов, которые теряются или повреждаются в процессе криоконсервации.^30,31 Vishwanath и др.³² предположили, что липопротеины яичного желтка конкурируют с вредными катионными пептидами семенной плазмы (<5 кДа) в связывании с мембраной сперматозоидов и, таким образом, защищают сперматозоиды. Однако, недавние исследования подтверждают идею о том, что ЛПНП взаимодействуют с основными белками семенной плазмы быков, и это взаимодействие, по-видимому, имеет решающее значение для защиты сперматозоидов.³³ Семейство основных белков, известных как связующие сперматозоиды (BSP), обнаруженные в семенной плазме, связываются со спермой при эякуляции и изменяют мембрану сперматозоидов, удаляя холестерин и фосфолипиды. Это может отрицательно повлиять на способность спермы к хранению.