Воспроизводство крупного рогатого скота

1. Vasquez L, Ball L, Bennett B и др. . Генитальный кампилобактериоз (вибриоз) крупного рогатого скота: вакцинация экспериментально заражённых быков. Am J Vet Res 1983;44:1553–1557.

2. Cobo E, Corbeil L, BonDurant R. Иммунитет к инфекциям нижних отделов половых путей быков. J Reprod Immunol 2011;89:55–61.

3. Hoffer M. Кампилобактериоз крупного рогатого скота: обзор. Can Vet J 1981;22:327–330.

4. Samuelson J, Winter A. Вибриоз крупного рогатого скота: природа носительства у быков. J Infect Dis 1966;116:581–592.

5. Campero C, Moore D, Odeon A, Cipolla A, Odriozola E. Этиология абортов у крупного рогатого скота в Аргентине. Vet Res Commun 2003;27:359–369.

6. Anderson M. Инфекционные причины абортов у крупного рогатого скота в середине и на поздних сроках стельности. Theriogenology 2007;68:474–486.

7. Schulze F, Bagon A, Mueller W, Hotzel H. Идентификация подвидов Campylobacter fetus с помощью фенотипической дифференциации и ПЦР. J Clin Microbiol 2006;44:2019–2024.

8. Office International des Epizooties. Генитальный кампилобактериоз крупного рогатого скота. В кн.: Руководство OIE по диагностическим тестам и вакцинам для наземных животных , 5-е изд. Париж: OIE, 2004, с. 439–450. Доступно по адресу http://www.oie.int/ (декабрь 2012).

9. Chang W, Ogg J. Трансдукция и мутация, обеспечивающая устойчивость к глицину, у Vibrio fetus . Am J Vet Res 1971;32:649–653.

10. Salama M, Garcia M, Taylor D. Дифференциация подвидов Campylobacter fetus по размерам геномной ДНК. Int J Syst Bacteriol 1992;42:446–450.

11. On S, Harrington C. Оценка численного анализа профилей ДНК, полученных методом PFGE, для дифференциации Campylobacter fetus на уровне подвидов путём сравнения с результатами фенотипических исследований, ПЦР и секвенирования 16S рДНК. J Appl Microbiol 2001;90:285–293.

12. Bryner J. Аборты у крупного рогатого скота, вызванные Campylobacter fetus . В кн.: Kirkbride C (ред.) Лабораторная диагностика абортов у сельскохозяйственных животных . Эймс, Айова: Iowa State University Press, 1990, с. 70–81.

13. Redwood D, Lander K, Gill K. Методы диагностики кампилобактериоза у животных. Центральная ветеринарная лаборатория, Уэйбридж, 1989.

14. Harwood L, Thomann A, Brodard I, Makaya P, Perreten V. Campylobacter fetus подвида venerealis: транспортная среда для обогащения и ПЦР. Vet Rec 2009;165:507–508.

15. Garcia M, Stewart R, Ruckerbauer G. Количественная оценка транспортно-накопительной среды для Campylobacter fetus . Vet Rec 1984;115:434–436.

16. Figueiredo J, Pellegrin A, Foscolo C, Machada R, Miranda K, Lage A. Оценка метода прямой иммунофлуоресценции для диагностики генитального кампилобактериоза крупного рогатого скота. Rev Latinoam Microbiol 2002;44:118–123.

17. Campero C, Anderson M, Walker R и др. . Иммуногистохимическое выявление Campylobacter fetus при естественных случаях аборта у крупного рогатого скота и овец. J Vet Med B 2005;52:138–141.

18. Lander K. Разработка транспортно-накопительной среды для Campylobacter fetus . Br Vet J 1990;146:327–333.

19. Hewson P, Lander K, Gill K. Иммуноферментный анализ для выявления антител к C. fetus в вагинальной слизи коров. Res Vet Sci 1985;38:41–45.

20. Repiso M, Baraibar M, Olivera M, Silveyra S, Battistoni J. Разработка и оценка иммуноферментного анализа для количественной оценки гуморального ответа у крупного рогатого скота, вакцинированного против Campylobacter fetus . Am J Vet Res 2002;63:586–590.

21. Hum S, Stephens L, Quinn C. Диагностика с помощью ИФА абортов у крупного рогатого скота, вызванных Campylobacter fetus . Aust Vet J 1991;68:272–275.

22. Brooks B, Davenish J, Lutze-Wallace C, Milnes D, Robertson R, Berlie-Surujballi G. Оценка иммуноферментного анализа на основе моноклональных антител для выявления Campylobacter fetus в образцах смывов с препуция и вагинальной слизи крупного рогатого скота. Vet Microbiol 2004;103:77–84.

23. Devenish J, Brooks B, Perry K и др. . Валидация иммуноферментного анализа с захватом антигена на основе моноклональных антител для выявления Campylobacter fetus. Clin Diagn Lab Immunol 2005;12:1261–1268.

24. Penner J. Род Campylobacter: десятилетие достижений. Clin Microbiol Rev 1988;1:157–172.

25. Mueller W, Hotzel H, Schulze F. Идентификация и дифференциация Campylobacter fetus подвидов методом ПЦР. Tierarztl Wochenschr 2003;110:55–59.

26. Hum S, Quinn K, Brunner J, On S. Оценка ПЦР-анализа для идентификации и дифференциации Campylobacter fetus подвидов. Aust Vet J 1997;75:827–831.

27. Willoughby K, Nettleton P, Quirie M и др. Мультиплексная полимеразная цепная реакция для выявления и дифференциации Campylobacter fetus подвида fetus и Campylobacter fetus подвида venerealis: применение для выделенных в Великобритании изолятов C. fetus и других Campylobacter spp. J Appl Microbiol 2006;99:756–766.

28. Mshelia G. Генитальный кампилобактериоз крупного рогатого скота и эффективность воспроизводства в бассейне озера Чад в Нигерии. Диссертация на соискание степени доктора философии, Университет Майдугури, Нигерия, 2008.

29. Wassenaar T, Newell D. Генотипирование Campylobacter spp. Appl Environ Microbiol 2000;66:1–9.

30. McMillan L, Fordyce G, Doogan V, Lew A. Сравнение культурального метода и нового анализа с использованием 5′-нуклеазы Taq для непосредственного выявления Campylobacter fetus подвида venerealis в клинических образцах от крупного рогатого скота. J Clin Microbiol 2006;44:938–945.

31. Moulhuijzen P, Lew-Tabor A, Wlodek B и др. Геномный анализ Campylobacter fetus подвидов: выявление предполагаемых факторов вирулентности и мишеней для диагностических анализов. BMC Microbiol 2009;9:86.

32. Abril C, Vilei E, Brodard I, Burnens A, Frey J, Miserez R. Обнаружение вставочного элемента ISCfe1: новый инструмент для дифференциации Campylobacter fetus подвидов. Clin Microbiol Infect 2007;13:993–1000.

33. Hoerlein A, Carroll E. Продолжительность иммунитета к генитальному вибриозу крупного рогатого скота. J Am Vet Med Assoc 1970;156:775–778.

34. Cobo E, Cipolla A, Morsella C, Cano D, Campero C. Влияние двух коммерческих вакцин против Campylobacter fetus подвидов на тёлок, подвергшихся естественному заражению. J Vet Med B 2003;50:75–80.

35. Cortese V. Вакцины против болезней репродуктивной системы крупного рогатого скота. В кн.: Smith BP (ред.) Внутренние болезни крупных животных, 2-е изд. Сент-Луис, Миссури: Mosby, 2002, с. 1421–1423.

36. Berg R, Firehammer B, Border M, Myers L. Влияние пассивно и активно приобретённых антител на кампилобактериоз (вибриоз) крупного рогатого скота. Am J Vet Res 1979;40:21–25.

37. Schurig G, Hall C, Burda K, Corbeil L, Duncan J, Winter A. Характер инфицирования тёлок после цервиковагинального или внутриматочного введения Campylobacter ( Vibrio ) fetus venerealis . Cornell Vet 1974;64:533–548.

38. Ball L, Dargatz D, Cheney J, Mortimer R. Борьба с венерическими заболеваниями в заражённых стадах. Vet Clin North Am Food Anim Pract 1987;3:561–574.

39. Bouters R, De Keyser J, Vandeplassche M и др. . Vibrio fetus Инфекция у быков: лечебная и профилактическая вакцинация. Br Vet J 1973;129:52–57.

Глава 56

Инфекционные агенты: Трихомониаз

Mike Thompson

Ветеринарная клиника Willow Bend, Холли-Спрингс, Миссисипи, США

Вступление

Трихомониаз коварное венерическое заболевание крупного рогатого скота, вызванное простейшим Tritrichomonas foetus. В течение прошлого столетия репродуктивная недостаточность изза T. fetus была признана во всем мире. Быки обычно являются бессимптомными носителями, в то время как самки несут основной груз заболевания, которое чаще всего проявляется ранними эмбриональными потерями. В то время как самки обладают достаточной способностью избавиться от инфекции, быки могут стать хроническими бессимптомными носителями, и эта вероятность возрастает с увеличением возраста быка. Тестирование на T. fetus проблематично как у самцов, так и у самок, так как необходимо проводить множество последовательных тестов для достижения удовлетворительной чувствительности и специфичности. В Соединенных Штатах не существует узаконенного эффективного лечения трихомониаза, что приводит к установлению правил, требующих удаления положительных быков из стада. Вакцина существует, но ее эффективность была поставлена под сомнение, особенно при использовании на более старых быках. Биобезопасность играет важную роль в предотвращении низкого уровня воспроизводства в скотоводстве. Для обозначения инфекций T. fetus у крупного рогатого скота используются термины «трихомониаз» и «трихомоноз».

Характеристика организма

Tritrichomonas foetus представляет собой подвижный жгутиковый простейший организм размером 10–15 × 5–10 мкм. Трофозоитная форма имеет три передних и один задний жгутики и одну волнообразную мембрану вдоль длинной оси организма.^1,2 Форма псевдоцисты обычно возникает, когда трофозоиты подвергаются стрессовым условиям. Во время трансформации из трофозоита в псевдоцисту организм теряет свою каплевидную форму, становится более округлым и утрачивает жгутики. В псевдоцисте внутренние клеточные структуры продолжают реплицироваться, что приводит к образованию многоядерного организма.^1,2 Этот организм является микроаэрофильным, лучше всего выживающим в зонах с низким содержанием кислорода. При наблюдении во влажных нефиксированных препаратах Т. fetus совершают вращательные толчкообразные движения.¹ Хотя внешний вид и движения организма в питательных средах довольно характерны, диагносты должны знать, что в культурах препуциальных соскобов или цервикальной слизи могут присутствовать трихомонады, отличные от T. fetus. Эти микроорганизмы могут быть причиной ложно-положительных результатов исследований^1–7 (Рисунок 56.1).

Клинические признаки

Клинические признаки трихомониаза у самцов встречаются редко или вообще отсутствуют, хотя при T. fetus наблюдался умеренный баланопостит. У самок инфекция характеризуется ранней эмбриональной смертностью, посткоитальной пиометрой и иногда абортом.^1,3,6,8 Трихомониаз следует подозревать в стадах с низким общим индексом стельности и широким распределением сроков стельности. В анамнезе использование ранее случавшихся быков с неизвестным статусом по трихомониазу, наряду с признаками ранней эмбриональной гибели и посткоитальной пиометры, должны вызывать подозрения на присутствие T. foetus в стадах с плохим уровнем воспроизводства.^1,4,8

После заражения быки могут стать бессимптомными носителями и не способны устранить инфекцию. Уже давно существует догмат о том, что у более старых быков гистологическая структура полового члена и препитуального эпителия отличаются от более молодых быков, при этом крипты и складки с возрастом увеличиваются и становятся глубже.¹ Хотя с этим и связывали то, что возрастные быки чаще становятся хроническими носителями T. fetus, Strickland и соавт.⁹ не выявили статистических различий в гистологических образцах от более молодых быков по сравнению с таковыми от более старых быков в отношении эпителия препуция и полового члена, и количества и площади эпителиальных складок. Зараженные коровы и телки формируют иммунный ответ и зачастую способны уничтожить микроорганизм через 6–12 недель после заражения. Самки реже становятся носителями, сохраняя это состояние на протяжении всей беременности и в течение следующего случного сезона или дольше.^1,3,4,6,8

Диагностика

Диагностические тесты, обычно используемые для выявления T. fetus, включают культивирование с идентификацией под микроскопом и полимеразную цепную реакцию (ПЦР).^1,3 Организм иногда можно обнаружить с помощью микроскопического исследования свежих (без питательной среды) образцов, но этому методу не хватает чувствительности. Как при культивировании, так и при проведении ПЦР образец инкубируют в среде Diamond или, чаще, в коммерчески доступном двухкамерном пакете, заполненном средой (InPouch ™).⁴

Для культивирования образец инкубируют до 6 дней приблизительно при 36°С. Образец ежедневно проверяют под световым микроскопом на наличие T. foetus.⁵ Определение T. fetus в культуре основано на морфологических и двигательных характеристиках организма.¹ Чувствительность теста может быть определена как доля фактически положительных животных, которые диагностированы правильно. Специфичность теста может быть определена как доля фактически отрицательных животных, которые диагностированы правильно. На чувствительность и специфичность культивирования и ПЦР при T. fetus могут оказывать влияние факторы, возникающие на каждом уровне процесса тестирования, включая сбор образцов, их обработку и доставку, а также лабораторные процедуры и тип ПЦР-теста, используемого в лаборатории.¹⁰ Сообщается, что чувствительность для отдельной культуры варьирует от 84 до 96% в экспериментальных условиях, но может быть снижена до 65% в субоптимальных полевых условиях.⁷ Специфичность культуры может ухудшаться из-за присутствия морфологически сходных трихомонад.^1,3,5–7,10 ПЦР позволяет обнаруживать малые количества генетического материала организма-мишени путем амплификации специфических фрагментов ДНК, уникальных для микроорганизма.10 ПЦР может также использоваться для подтверждения идентичности микроорганизмов после культивирования, чтобы избежать ложноположительных результатов из-за морфологически сходных трихомонад.1,3,4,7,10,11 Поскольку с помощью ПЦР можно обнаруживать меньшее количество T. fetus, чем при культивировании, образцы могут обрабатываться иначе, чем для культивирования.^10,11 Эти варианты включают, но не ограничиваются, немедленное тестирование образца из культуральной среды с помощью ПЦР, инкубацию в течение 1-2 дней в культуральной среде с последующей ПЦР, инкубацию в течение 1-2 дней в культуральной среде и затем замораживание образца перед отправкой, и свежий образец для ПЦР-тестирования без использования какого-либо типа питательной среды.^5,7,10,12 Поскольку чувствительность и специфичность этих разных методов варьируют, перед отправкой следует проконсультироваться с принимающей лабораторией, чтобы выполнить конкретные требования этой лаборатории. Показано, что чувствительность и специфичность однократного теста ПЦР выше, чем однократного посева, хотя оба параметра могут быть улучшены с помощью серийного тестирования, а также комбинирования тестов ПЦР и культивирования на одном образце.5

Сравнение различных схем тестирования с использованием различных комбинаций ПЦР и культивирования, а также различных полевых условий и способов обработки образцов показывает, что достигнут широкий диапазон чувствительности и специфичности.^3,5,7,12

Как и в большинстве схем тестирования, повышение чувствительности может оказать негативное влияние на специфичность. Хотя все типы ПЦР-тестов обладают специфичностью, превышающей 90%, ветеринары и производители должны знать, что могут иметь место ложные срабатывания, хотя было показано, что эта вероятность уменьшается при серийном и/или комбинированном тестировании.^5,7 Из-за вероятности ложных срабатываний ветеринарному, лабораторному и управляющему персоналу следует проявлять осмотрительность в отношении животных с положительным тестом, особенно до тех пор, пока результаты теста не будут подтверждены.

Об обнаружении Трихомониаз сообщается государственным органам по контролю за здоровьем животных, и в нескольких штатах у прежде крывших быков должны быть отобраны препуциальные образцы, протестированные либо однократно ПЦР, либо трехкратным еженедельным культивированием. Эти правила часто меняются и отличаются между штатами. Данные полевых исследований, в которых использовались общие методы тестирования, а также экспериментальные эпидемиологические модели, не подтверждают практику приравнивания одного теста ПЦР к трехкратному еженедельному культивированию препуциальных проб.^5,7 Cobo с соавт.⁷ показали чувствительность однократного посева на уровне 67,8%, а чувствительность однократного анализа ПЦР - 65,9%. Объединение обоих тестов на одном образце увеличило чувствительность до 78,3%, что эквивалентно двум тестам ПЦР, взятым с интервалом в 1 неделю. Ondrak и соавт.⁵ сообщили, что ПЦР в реальном времени была менее чувствительной и специфичной, чем гель-ПЦР (gPCR) при сравнении их результатов с образцами, взятыми у быков, которые были либо положительными, либо отрицательными при трехкратном культивировании с интервалом в 1 неделю. Монтилья и др.¹² продемонстрировали отличную чувствительность при использовании одного gPCR, когда образцы инкубировали в течение 24 часов, а затем замораживали для отправки. Неопубликованные экспериментальные эпидемиологические данные, сформулированные с помощью моделей, разработанных Сандерсоном, показывают значительное снижение чувствительности и специфичности при сравнении однократного анализа ПЦР с трехкратным еженедельным культивированием (из личного сообщения М. Сандерсона). Из-за сложностей, связанных с цитируемыми исследованиями, схемы тестирования должны быть адаптированы к распространенности трихомониаза в стаде и прилегающих районах, возрасту и анамнезу тестируемого быка, индивидуальным государственным нормативам и используемой лаборатории.

Производители должны быть осведомлены об ограничениях этих протоколов и о том, как можно улучшить чувствительность и специфичность, используя более интенсивные протоколы, чем те, что установлены правилами.^5,7 Поскольку нет протокола исследований, подходящего для всех ситуаций, эти протоколы должны основываться на соответствующем риске, с повышением уровня тестирования в областях с более высокой частотой трихомониаза, а также на отдельных быках в группе высокого риска, таких как более старые быки, о которых известно, что они спаривались ранее.^8,11 Практика 6-кратного еженедельного культивирования исторически считалась золотым стандартом в индустрии искусственного осеменения.⁷ Должно применяться любое количество еженедельных посевов, ПЦР-анализов или их комбинаций, чтобы убедиться в отсутствии уровня риска тестируемого быка, независимо от минимальных требований к тестированию для соответствия государственным нормам.

Правильный отбор проб у быка ветеринаром требует обучения, внимания к деталям и базовых знаний о патогене и его поведении в транспортных / культуральных средах.